掌叶覆盆子组培快繁技术

　　摘 要：为掌叶覆盆子的组培快繁筛选最佳培养基配方。以掌叶覆盆子优良单株NS8一年生枝条为外植体，在不同激素成分及浓度水平下进行组织培养试验。结果表明：最适宜的诱导培养基为MS+6BA 1.5 mg·L-1+NAA 0.15 mg·L-1+GA3 0 mg·L-1，诱导率达到68%，芽苗健壮;最佳增殖培养基为MS+6BA 1.5 mg·L-1+NAA 0.1 mg·L-1，苗势健壮，增殖系数达到4.87;最佳生根培养基为1/2MS+NAA 0.6 mg·L-1+IBA 0.2 mg·L-1+活性炭0.8 g·L-1，生根率达到95.3%，生根数达到5.7条，根长达到5.8 cm，根系发达，苗势健壮。结果表明筛选出的最佳培养基配方适宜本土掌叶覆盆子品种的组培快繁，为在短期内获得大量优质种苗及大规模商业化生产提供依据。

　　关键词：野生资源;掌叶覆盆子;组织培养;快速繁殖

　　掌葉覆盆子Rubus chingii Hu为蔷薇科Rosaceae悬钩子属Rubus L.多年生浆果类藤本灌木，其未成熟的干燥果实具有益肾、固精、缩尿等功效[1-2]，是重要的传统中药材，在治疗亚健康及中老年保健领域得到广泛应用。成熟果实酸甜可口，味道鲜美，营养丰富，药食兼用，被誉为继柑橘、猕猴桃之后的第三代新型水果[3]。福建省武夷山市和浙江省淳安县是掌叶覆盆子的重要发源地，拥有丰富的野生掌叶覆盆子资源[4-5]。南平市农业科学研究所从2016年开始调查和收集两地野生掌叶覆盆子，并从大量的群体中筛选出生长势强，株型挺拔，果实硕大，果心小、风味浓郁、色泽艳丽、抗病性强的药用和鲜食采摘型品种，可在福建、江西、浙江等南方丘陵山地种植。

　　掌叶覆盆子传统的繁殖方式为采挖野生苗、种子繁殖、根蘖繁殖、分株繁殖等[6-8]。过度采挖野生苗对野生资源破坏大，种子繁殖发芽率偏低[9]，根蘖和分株繁殖对母株的伤害较大，影响母树的产量。传统的繁殖方法，或繁殖系数过低，或株间差异较大，群体良莠不齐，同时长期采用无性繁殖，会促使病毒积累，往往造成产量和品质下降。通过组织培养方式繁殖种苗，可以对植株进行脱毒复壮，固定优良品种性状，防止品种退化，具有繁殖周期短、繁殖速度快、繁殖系数高、植株性状整齐一致，种苗质量好等优点。刘计权[1]研究认为，掌叶覆盆子的生根培养中无须添加外源激素也能生根，且其生长势明显高于非组培苗;孙长清[10]对掌叶覆盆子的生物学特性进行了较为细致的研究，发现根插条用50 mg·L-1的ABT1生根粉浸泡0.5、1 h后，可提高生根率，但出芽率下降;潘彬荣等[2]研究认为，利用茎段能诱导出不定芽，最佳诱导培养基为MS+6BA 1.5 mg·L-1+NAA 0.2 mg·L-1，最佳分化培养基为MS+KT 2.0 mg·L-1+NAA 0.4 mg·L-1，最佳生根培养基为1/2MS+NAA 0.2 mg·L-1，平均每株生根4.8条;王利平等[11]研究认为，当年生茎段可诱导出不定芽，最佳诱导培养基为MS+6BA 0.5 mg·L-1+NAA 0.01 mg·L-1，最佳继代培养基为MS+6BA 1.0 mg·L-1+NAA 0.1 mg·L-1，最佳生根培养基为MS+NAA 0.1 mg·L-1+IBA 0.1 mg·L-1。

　　目前福建省掌叶覆盆子组培快繁技术的研究较少，而随着地域和品种的不同，往往导致研究结果差异较大，所以其他地区和品种的研究只能为福建省掌叶覆盆子的组培快繁技术提供一定的数据支持。为此南平市农业科学研究所在调查、收集、选育野生掌叶覆盆子及前人工作的基础上，开展组培快繁技术研究，期望筛选出适宜本地掌叶覆盆子品种的各培养阶段最佳培养基配方，为在短期内获得大量优质种苗及大规模商业化生产提供依据。

　　1 材料和方法

　　1.1 试验材料

　　以自选的南平市野生掌叶覆盆子优良单株NS8作为供体材料，以其一年生带芽嫩枝茎段为外植体。

　　1.2 试验方法

　　1.2.1 外植体处理和消毒 在晴天，选择无病虫的健康植株，剪取一年生带芽枝条，剪去所有叶片，用柔软牙刷轻刷洗净，放在洗衣粉溶液下浸泡30 min，捞起洗净后，放在自来水下冲洗2 h，在超净工作台上用无菌水清洗2次，用75%酒精消毒30 s，然后用0.1%升汞溶液消毒6～12 min，再用无菌水冲洗6遍，将带芽茎段用无菌纸吸干后接种于诱导培养基中培养。

　　1.2.2 不定芽的诱导 采用L16(43)正交试验设计，对带芽茎段最佳诱导培养基进行筛选。共选用3个激素，每个激素设4个浓度水平(mg·L-1)，6

　　BA 0.5、1.0、1.5、2.0 mg·L-1，NAA 0、0.05、0.15、0.25 mg·L-1，GA3 0、0.3、0.5、0.7 mg·L-1，共16个处理。每个处理接种30瓶，每瓶接种2个带芽茎段，3次重复，30 d后调查诱导率。

　　1.2.3 不定芽的增殖 6BA浓度为1.0、1.5、2.0 mg·L-1，NAA浓度为0.05、0.10、0.15 mg·L-1，完全随机区组设计，共9个处理。每瓶接10个不定芽，10瓶为一重复，设3个重复，30 d后调查其增殖系数。

　　1.2.4 不定芽的生根培养 NAA+IBA的浓度分别为0.3 mg·L-1+0 mg·L-1、0.6 mg·L-1+0 mg·L-1、0.9 mg·L-1+0 mg·L-1、0 mg·L-1+0.2 mg·L-1、0 mg·L-1+0.4 mg·L-1、0 mg·L-1+0.6 mg·L-1、0.3 mg·L-1+ 0.1 mg·L-1、0.6 mg·L-1+0.2 mg·L-1，共8个处理，每处理接种10瓶，每瓶接10个不定芽，设3个重复，45 d后调查其生根数、根长(cm)、生根率。

　　1.2.5 培养条件 将消毒处理好的外植体接入诱导培养基，35 d后将诱导出的带3～4节的小苗剪成带芽茎段，转接到增殖培养基上，培养15 d左右，芽苗基部长出大量的不定芽，当不定芽长到2～3 cm时，转接到生根培养基上。诱导和增殖阶段以MS为基本培养基，食用白糖30 g·L-1，卡拉胶7 g·L-1，pH 5.8。生根阶段以1/2MS为基本培养基，食用白糖20 g·L-1，卡拉胶7 g·L-1，活性炭0.8 g·L-1，pH 5.6。培养条件为：培养温度(25±1)℃，光照每天12 h，光照强度2000 lx。

　　1.2.6 统计及分析方法 试验结果用Minitab 19软件进行方差分析和Fisher LSD多重比较，显著性水平为P<0.05。诱导率为出芽株数/无污染株数， 增殖系数为总芽数/接种芽数， 生根率为生根株数/总株数。

　　2 结果与分析

　　2.1 不同培养基对外植体诱导率的影响

　　带芽茎段接种10 d后开始出现芽点，20 d后芽苗长至2～3 cm(表1)。

　　从表1可知，诱导率主要受6BA影响，随着6BA浓度的升高，其诱导率呈现先升后降的趋势。6BA浓度在0.5～1.0 mg·L-1時，诱导率为0.26～0.46，当6BA浓度为1.5～2.0 mg·L-1时，诱导率为0.64～0.77，和6BA浓度在0.5～1.0 mg·L-1相比，诱导率明显提高，达到显著水平。NAA会加速泡沫状愈伤的形成，浓度越高，泡沫越多，当NAA浓度为0.25 mg·L-1时，泡沫愈伤过多，盖住了整个外植体基部，影响诱导芽的形成和生长。GA3主要影响芽苗的长势，对外植体的诱导没有影响。当GA3为0.5～0.7 mg·L-1时，芽苗偏细、高。综合来说，诱导培养基以处理Y11为最佳，诱导率达到68%，芽苗健壮。

　　2.2 不同培养基对外植体增殖效果的影响

　　增殖培养基接种7 d左右，小苗基部开始出现小芽点，15 d左右增殖苗慢慢长出。从表2可以看出，6BA和NAA对不定芽增殖系数都有先升后降的趋势，当6BA浓度在0.5～1.5 mg·L-1时，随着6BA浓度的增加，增殖系数也随着增加，当6BA浓度在1.5～2.5 mg·L-1时，随着6BA浓度的增加，增殖系数开始下降，因此过高的6BA浓度不利于增殖。NAA也有类似的规律，当NAA浓度在0.05～0.10 mg·L-1时，随着NAA浓度的增加，增殖系数也随着增加;当NAA浓度在0.10～0.15 mg·L-1时，随着NAA浓度的增加，增殖系数开始下降。NAA虽然有利于不定芽的增殖，但浓度过高会产生大量的泡沫状愈伤，覆盖整个不定芽基部，影响不定芽的增殖和生长。

　　从表2和表3可知，6BA和NAA是影响增殖的最主要因素，6BA×NAA的P值=0.07>0.05，因此，6BA和NAA基本没有互作，独立地对增殖发挥作用。各处理之间增殖系数有先升后降的趋势，6BA是影响增殖系数的主要因素，NAA次之，以处理Z5综合表现最好，增殖系数为4.87，增殖苗健壮。

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文章名称： 掌叶覆盆子组培快繁技术

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